Hematolojik çalışmalar için biyolojik materyalin toplanması ve hazırlanması için gereklilikler.

Hematolojik çalışmalar için biyolojik materyalin taşınması ve depolanması için gereklilikler.

Hemostaz sistemi çalışması için yönün doğru doldurulması:

Hastanın tam adı, yaşı, cinsiyeti

Araştırma için kan alma zamanı

Klinik tanı (kısaca)

hematokrit

Hemorajik sendrom (burun, rahim kanaması vb), tromboz (lokalizasyonu belirtir), şok, çoklu organ yetmezliği, travma, uzun süreli kompresyon sendromu, yanıklar vb.)

Hemostaz parametrelerini etkileyen alınan ilaçları, son uygulamanın dozajını, yöntemini ve tarihini belirterek belirtin.

Örnekleme (kan), diyet ve egzersiz kısıtlamaları için zaman aralığı gözlemlenir:

Programlı kan örneklemesi 7'den 9'a kadar gerçekleştirilir sabah saatleri hasta yatarken veya otururken. Dinamikte hemostaz çalışırken, vücudun bir öncekiyle aynı pozisyonunda kan alınması arzu edilir.

Son yemekten 12-14 saat sonra aç karnına kan alınır.

Kan almadan önce hastanın 15 dakika dinlenmesi arzu edilir.

İstisnalar: Cito ile hemostaz çalışmaları, APTT'nin değerlendirilmesi.

Planlanmış bir çalışmanın arifesinde (24 saat içinde), hasta önemli bir şeyden kaçınır. fiziksel aktivite, alkol alımı. Hastanın kan alma arifesinde yağlı yiyecekler yememesi arzu edilir.

Cerrahi müdahale, hemostazda birkaç gün ila birkaç hafta arasında bir değişikliğe yol açar.

Hemostazı etkileyen faktörler arasında enjeksiyonlar, infüzyonlar, transfüzyonlar, ponksiyonlar, biyopsiler, masaj, diyaliz, radyoopak ajanların tanıtımı, immünosintiografi, iyonlaştırıcı radyasyon, endoskopik muayene, özel diyetler yer alır.

KAN ÖRNEĞİ KURALLARI

Kan, periferik bir damardan (genellikle kübital) alınır.

Kan örneklemesi, kullanılan antikoagülana bağlı olarak özel bir renk işaretli test tüplerinde sadece vakumlu örnekleme sistemi kullanılarak gerçekleştirilir ( sodyum sitrat %3.2) oranında: 1 hacim sodyum sitrat ile 9 hacim kan.

Araştırma için trombosit seviyeleri test tüpünde kan almak EDTA'lı(leylak renk kodlaması). Trombosit seviyesinin incelenmesi, klinik bir kan testinin yokluğunda veya bir klinik kan testinde trombosit seviyesinin patolojik değerleri elde edildiğinde reçete edilir.

60 saniyeden fazla olmayan kısa bir turnike izin verilir. İğne damara girdikten hemen sonra turnikeyi çıkarın. Pıhtılaşma sisteminin çalışması için kan örneklemesi için damarlara masaj yapmamanız, onları vurmanız önemlidir.

0,7-1 mm iç çapa sahip bir kan alma iğnesi kullanın (boyut 19-22).

Kanın türbülanslı hareketi ve hava ile karışması (köpürme) ile trombositlerin ve kan pıhtılaşma faktörlerinin aktivasyonu nedeniyle bir şırınga kullanımı kabul edilemez. Vakum kapları kullanıldığında hariç tutulur.

İğneyi damara soktuktan sonra vakum kabını takın, kan yerçekimi ile kabın içine akmaya başlayacaktır.

Koagülolojik muayene için kan alın ikinci test tüpü, diğer çalışmalar için ilk kullanım, örneğin biyokimyasal. Önce pıhtılaşma test tüpü çekilecekse, ilk 5 ml kanı boş bir tüpe çekin ve doku tromboplastinin numuneye girmesini önleyin.

Kanı topladıktan hemen sonra antikoagülan ile köpürmeden nazikçe karıştırın (tüpü 3-4 kez ters çevirin).

Biyolojik materyalden numune alındıktan sonra kan numunesini kontrol edin. Kan numunelerinin doğru kontrolü aşağıdaki hataları önler: kan/sitrat hacimlerinin yanlış oranı; kısmen pıhtılaşmış kan.

Kan alındıktan sonra 45 dakika içinde laboratuvara teslim edilir. Taşıma sırasında kan çalkalanmamalıdır. Kan örnekleri 4°C'nin altındaki ve 30°C'nin üzerindeki sıcaklıklarda taşınmamalıdır.

Paramedik-laboratuvar asistanı (tıbbi teknoloji uzmanı) şunları yapar:

Aşağıdakiler dahil, verilen kanın giriş kontrolü: 1) sevk formunu doldurmanın doğruluğunu kontrol etmek. 2) tüp üzerindeki etikete göre iletilen kan hacminin yeterliliğini kontrol etme, 3) tüp yavaşça eğildiğinde numunede pıhtı olup olmadığını kontrol etme.

Aşağıdakileri elde etmek için verilen kanın santrifüjlenmesi:

trombosit zengin plazma ( santrifüj parametreleri: rpm = 1000 rpm (yaklaşık 150-200g), santrifüj süresi 5-7 dakika.

Seçim için optimal koşullar santrifüjleme, merkezkaç kuvveti (g) tarafından yönlendirilir. Formülü kullanabilirsiniz:

g = 1.118 x 0.00001r x n2,

burada r, santrifüjün yarıçapıdır - rotorun ekseni ile santrifüj yuvasındaki test tüpünün merkezi arasındaki santimetre cinsinden mesafe; n, dakikadaki devir sayısıdır.

trombositten fakir plazma santrifüj parametreleri: rpm = ~2500-3000 rpm (yaklaşık 1500-2000g), santrifüj süresi 10-20 dakika. Trombositlerin tamamen çıkarılması için tekrarlanan santrifüjleme yapılır, santrifüjleme parametreleri aynı kalır.

3. Santrifüjden sonra, plazmayı renk ve şeffaflık açısından kontrol eder: hemolize bir numune, ikterik veya lipemik (şilöz) plazma incelemeye tabi değildir.

Santrifüj işleminden sonra süpernatant uzaklaştırılır.

arzu edilir sırasında hemostaz parametrelerini inceleyin Kan alımından 2 saat sonra, ancak izin verilmiş koagülolojik parametrelerin incelenmesi 4 saat içinde Plazma eritrosit ve lökosit tortusundan ayrılmışsa.

Eğer gerekliyse Uzun süreli depolama"taze" numuneler (kan numunesinden en geç 2 saat sonra) trombositsiz plazma bir kez olabilir dondurmak ve -20°C'de 2 haftaya kadar veya -70°C'de 6 aya kadar saklayın. Plazma hızla çözülmeli ılık su(+36°C), iyice karıştırın ve hemen inceleyin. Dondurulduktan sonra APTT'de bir değişiklik mümkündür.

Hematolojik çalışmalar için mikropreparasyon hazırlama yöntemi, sabitleme ve boyama yöntemleri.

Hematolojik çalışmalar için kan yayma hazırlama yöntemi.

Camların hazırlanması ve işlenmesi. Nikiforov (%96 etil alkol ve eterden oluşan eşit kısımlar) karışımında yağdan arındırıldıktan sonra yeni temiz camlar kullanılabilir. Kullanılmış bardaklar bir gün boyunca ılık sabunlu bir solüsyonda veya bir çamaşır tozu solüsyonunda (5 litre suya 1 yemek kaşığı toz) ıslatılır. Bir gün sonra çözelti boşaltılır, cam akan su ile yıkanır. Daha sonra tekrar ılık sabunlu bir çözelti veya bir çamaşır tozu çözeltisi ile dökülürler ve kaynatılırlar, aynı çözeltide 5-10 dakika kaynatılır (bardakların bulanıklaşmasını önlemek için daha fazla değil). Çözelti soğutulduktan sonra tekrar boşaltılır, slaytlar akan su ile durulanır ve her slayt akan su altında bir fırça ile yıkanır. Bu şekilde işlem gören camlar kuruması için temiz bir çarşaf üzerine serilir. Yağdan arındırma için temiz bardaklar, 60 dakika boyunca bir Nikiforov veya %96 etil alkol karışımına yerleştirilir, daha sonra silinerek kurutulur ve geniş boyunlu temiz bir kapta saklanır. Temiz gözlüklerin ya cımbızla ya da yan kenarlarından elle alınması tavsiye edilir.

Smearlerin hazırlanması. Küçük bir damla kan, bir cam çubukla (veya doğrudan parmak deliği bölgesinden) kısa kenara yakın kuru hazırlanmış bir cam slayta uygulanır. Camı yatay konumda bırakın ve kuru, temiz, buzlu bir camla camı 45°'lik bir açıyla tutarak kanı camın üzerine sürün. Kısa kenarlı, tüm kan üzerine dağılıncaya kadar bekledikten sonra hızla bir cam lam üzerine çekilirler. Kan hücrelerine zarar verebileceğinden, cam slayt üzerine kuvvetli basınç uygulanmamalıdır. Lekeler havada kurutulur ve işaretlenir (tercihen basit bir kurşun kalemle). Kurutulmuş leke eşit derecede ince, sarımsı renkli, yeterli büyüklükte, camın kenarlarından 1.0-1.5 cm mesafede yer almalı, camın neredeyse tüm uzunluğunu kaplamalı ve bir "salkım" ile bitmelidir. Hücre morfolojisini ayırt etmek zor olduğundan kalın (koyu pembe) yaymalar kullanılmamalıdır.

Smear hazırlamak için tasarlanmış ve çeşitli firmalar tarafından üretilen otomatik cihazlar kullanılarak standart kalitede smear elde edilir.

Kan yaymalarının fiksasyonu ve boyanması. Boyama işleminden önce, boyama işlemi sırasında suda çözünür bir boya ile temas halinde veya daha sonra su ile temas halinde oluşabilecek hemolizi önlemek için kan yaymaları genellikle 5-10 dakika metil alkol içinde sabitlenir. Fiksasyon teknikleri, boyama teknikleri ile birlikte aşağıda açıklanmıştır. Wright ve Leishman boyaları metil alkol içerdiğinden fiksasyon gerekli değildir.

Kuru swablar kuru, ılık bir yerde 2 gün saklanabilir; sıcak, nemli bir ortamda fiksasyon olmadan çok daha az saklanır.

Kan hücreleri, reaksiyon (pH) bakımından farklılık gösteren bazofilik ve asidofilik yapılar içerir. Çekirdekler bazofilik ve leke mavisidir. Yüksek düzeyde bazofilik (asidik) bazofil granüller de mavidir. Hemoglobin (bazik) asidofilik olarak boyanır, yani kırmızı. Asidik ve bazik boyaların bir kombinasyonu ile boyamaya Romanovsky boyaması denir ve çeşitli modifikasyonları vardır (Pappenheim, Wright, Noht, Leishman, Giemsa, Jayner, vb.). Ana boya olarak genellikle metilen mavisi kullanılır, ancak toluidin mavisi de kullanılır. Asit boya olarak eozin, azure I ve azure II kullanılır.

İyi boyama kriterleri: eritrositlerin pembe rengi, pembe bir arka plan üzerinde nötrofillerin granülerliğinin mor boyanması, monositlerin hafif azurofilik granülerliği.

Boyayı seyreltmek için nötr taze damıtılmış su kullanmak en iyisidir. Bayat damıtılmış su, atmosferden karbondioksitin yakalanması nedeniyle asidik hale gelir. Damıtılmış su alkali ise, kırmızı kan hücreleri kirli mavimsi-yeşil bir renge dönüşür; lökositlerin mavi boyanması gereken kısmı mor, eozinofil granülleri pembe yerine mavimsi ve yeşilimsi olur ve nötrofil granülleri tutulur. Asidik suda eritrositler parlak turuncuya döner ve lökosit çekirdekleri çok soluktur. İdeal olanı, pH'ı 7,0 olan ve onu korumak için tamponlanan damıtılmış sudur. Damıtılmış suda çözülmüş kullanıma hazır tampon tabletler kullanabilirsiniz.

Kemik iliği yaymalarını boyamak için pH 7.4-7.5 boyama idealdir.

Noht ve Pappenheim'a göre boyama yöntemleri birleştirilmiş olarak kabul edilir.

Fiksasyon için reaktifler: 1) metil alkol veya 2) May-Grunwald eozin-metilen mavisi solüsyonu.

Nokht'a göre lekeleri boyamak için reaktifler: 1) masmavi I'in temel çözeltisi: 1 litre damıtılmış suda 1 g boya çözülür, koyu cam bir kapta 12-14 gün oda sıcaklığında bırakılır, ardından kullanılır; 2) temel potasyum eozin çözeltisi: 1 litre damıtılmış suda 1 g boya çözülür, koyu renkli bir cam kapta 12-14 gün oda sıcaklığında bırakılır, ardından kullanılır; 3) fosfat tamponu (Weise karışımı), pH 7.4-7.5: 0.49 g potasyum dihidrojen fosfat (KH2P04) ve 0.909 g sodyum hidrojen fosfat (Na2HP04) karıştırın ve 1 litre damıtılmış su içinde çözün; 4) azure-eozin çalışma solüsyonu: kullanmadan önce 25 ml azure II stok solüsyonunu, 20 ml potasyum eozin stok solüsyonunu ve 55 ml tampon solüsyonunu karıştırın (boyaların oranları değişebilir, bunlar belirlenir) deneysel olarak taze stok çözelti partileri hazırlarken).

Pappenheim'a göre smear boyama reaktifleri: 1) May-Grunwald'a göre bir eozin-metilen mavisi çözeltisi. Hazır boya çözeltisinin yokluğunda 1 gr kuru boyanın 1 litre metil alkolde çözülmesiyle hazırlanır; 2) Nokht'a göre azure-eozinin çalışma çözümü.

Smearlerin sabitlenmesi. Sabitleme solüsyonu bir küvete veya zemin tıpalı geniş ağızlı bir tabağa dökülür. Smearlar, bir küvete daldırılan veya 5-10 dakika boyunca bir tabağa tek tek yerleştirilen bir kaba yerleştirilir. Gözlüklü kap, sabitleme solüsyonundan çıkarılır (veya gözlükler cımbızla çıkarılır ve bir standa yerleştirilir) ve tamamen kuruyana kadar havada bırakılır.

Nocht'a göre boyama. Kurutulmuş sabit lekeler, kaptan çıkarılmadan, her boya partisi için deneysel olarak seçilen, kesin olarak tanımlanmış bir süre (20-45 dakika) boyunca çalışan bir boya çözeltisi içeren bir küvete yerleştirilir. Konteynerli bir küvetin yokluğunda, bardaklar yukarı doğru hareketle paralel olarak yerleştirilmiş iki cam çubuk (“raylar”) üzerine yatay olarak yerleştirilir ve üzerlerine 3-4 ml çalışma boya çözeltisi dökülür. Bardaklı kap, boya ile küvetten çıkarılır ve musluk suyuyla bir küvete yerleştirilir (kapların yokluğunda bardaklardaki boya, cam çubuklardan çıkarılmadan suyla yıkanır). Lekeler havada kurutulur.

Pappenheim boyama. Sabitlenmemiş kuru kan yaymaları bir kaba yerleştirilir ve 3-5 dakika May-Grunwald solüsyonlu bir küvete indirilir (veya bir pipetle sabitlenmemiş bir yayma üzerine 3-4 ml boya dökülür). Lekeli kap distile su ile bir küvette durulanır ve daha sonra 8-15 dakika boyunca Nokht'a göre masmavi-eozin lekeli bir küvete yerleştirilir. “Raylar” üzerine yerleştirilen lamlara boyayı boşaltmadan 1 dakika distile su ilave edildikten sonra 8–15 dakika smear üzerine boya dökülerek boya su ile yıkanır. Lekeler havada kurutulur.

Romanovsky-Giemsa'ya göre boyama. Nokht'a göre aynı şekilde üretilmiştir. Bir boya olarak, kullanımdan önce 1 ml damıtılmış su başına 1 damla boya oranında seyreltilen hazır bir Romanovsky-Giemsa çözeltisi kullanılır. Renklendirme süresi, her bir boya partisi için (25-40 dakika) deneysel olarak ayarlanır.

Wright boyama. Reaktifler. 0.2 g Wright boyası (kuru toz, BDH/E. Merck) 100 ml metanol içinde çözülür ve birkaç gün beklemeye bırakılır. Eritrositler yeterince açık bir şekilde boyanmamışsa, %0,25 veya %0,3'lük bir çözelti hazırlayın.

Boyama ilerlemesi. Smear üzerine birkaç (yaklaşık 8) damla boya sürülür, 2-3 dakika bekletilir (boyanın kurumamasına dikkat edilir), ardından eşit miktarda tamponlu su smear üzerine dökülür. Boya olgunlaştıysa, seyreltilmiş boyanın yüzeyinde metalik parlaklığa sahip bir köpük veya film görünecektir. Seyreltilmiş boya 2-3 dakika yayma üzerinde bırakılır ve daha sonra bir tampon çözeltisi veya su ile yıkanır. Boyanın smear yüzeyine yerleşmesine izin verilmemelidir. Bu olursa, yayma 15-20 saniye seyreltilmemiş boya ile doldurulur ve ardından tekrar bir tampon solüsyon veya su ile doldurulur.

Fosfat tamponunun hazırlanması.

Solüsyon A (0,2 M KH2P04): 27.2 g tuzu 1 litre distile suda eritin.

Çözüm B (0,2 M Na2HP04): 35.6 g Na2HPO4 × 2H20'yi 1 litre damıtılmış suda çözün.

İstenen pH değerinde 100 ml tampon çözelti elde etmek için A ve B çözeltileri tabloda belirtilen miktarlarda boşaltılmalıdır. pH değeri bir pH metre ile kontrol edilir.

Fosfat tampon çözeltisinin hazırlanması

Çözelti, ml	PH değeri

Leishman boyama. Reaktifler. 0.15 g Leishman'ın kuru boyası 133 ml mutlak metil alkol içinde çözülür. Boya tamamen çözülmelidir, boya kristallerinin önceden bir harçta öğütülmesi tavsiye edilir. Boyayı cam tıpalı bir şişede saklayın, süzmeyin.

Boyama ilerlemesi. Wright boyasına benzer şekilde, ancak tampon çözeltisinin iki kez seyreltilmesiyle gerçekleştirilir. Smear üzerine birkaç damla boya (yaklaşık 8) dökülür, 2 dakika tutulur. İki kat tampon solüsyon (16 damla) ekleyin, sallayarak karıştırın ve 7-10 dakika bekletin. Boya 2-3 saniye içinde damıtılmış su ile yıkanır. Daha uzun yıkama ile renk bozulur. Lekeler havada bir rafta kurutulur.

Kalın bir kan damlası hazırlamak. Birbirinden belirli bir mesafede bir cam slayt üzerine bırakılan üç damla kan, temiz bir cam slaytın açısı ile yaklaşık 1 cm çapında bir boyuta genişletilir, bir kurşun kalemle işaretlenir, daha sonra 1-2 saat havada kurutulur.

Kalın bir kan damlasını boyamak. Kalın kan damlaları sabit değildir. İyi kurutulmuş kalın damlalara sahip cam slaytlar, birbirinden belirli bir mesafede "raylar" üzerine yerleştirilir ve üzerlerine 8-10 dakika boyunca Nokht'a göre masmavi-eozin çalışma çözeltisi dökülür. Eritrositlerin "sızması" var. Daha sonra boya boşaltılır ve Nokht'a göre azure-eozin çalışma çözeltisinin yeni bir kısmı 30-35 dakika müstahzarların üzerine dökülür. Slaytlar daha sonra damıtılmış su ile dikkatlice durulanır ve kurutulur.

Smearlerin otomatik boyanması

Hematoloji laboratuvarında en çok talep edilen işlevlerden biri kan yaymalarının hazırlanması ve boyanması olduğu için bunları otomatikleştirme girişimleri doğaldır.

İlk otomatik yayma hazırlama sistemi Sysmex (Japonya) tarafından 1990 yılında geliştirilmiştir ve şu anda dünya çapında 1600'den fazla sistem kuruludur. Bu süre zarfında kazanılan engin deneyim, saatte 120 smear kapasitesine sahip tam otomatik bir SP-1000i smear hazırlama ve boyama istasyonu olan yeni nesil bir sistemin geliştirilmesinde kullanıldı. SP-1000i, kullanıcının uygulanan kan numunesi miktarını, yayma bıçağının açısını, uygulama hızını ve bekleme süresini duruma göre ayarlamasına olanak tanıyan akıllı wedge yöntemini kullanarak smear hazırlamada yüksek derecede standardizasyon ve kalite gerçekleştirir. 8 ila 16 farklı düzenleme seviyesi kullanılarak test numunesinin hematokriti üzerinde. Kan örneklemesi açık veya kapalı tüplerden manuel veya otomatik olarak yapılabilir. Sysmex otomatik yayma hazırlama ve boyama istasyonu SP-1000i (Japonya)

Sistem, smear boyama kalitesini standartlaştırmanıza ve en yüksek gereksinimleri karşılamanıza olanak tanıyan yedi adede kadar esnek şekilde özelleştirilebilir boyama protokolü kullanır. Çift ve tek boyama için aşağıdaki protokoller kullanılabilir: May-Grunwald-Giemsa, Romanovsky ve Romanovsky-Giemsa. Kan yaymaları, kaset başına yalnızca bir slayt içeren özel bir kaset sisteminde boyanır. Bu yöntemle, kan yayması ve boyama reaktifleri arasında iyi bir ilişki garanti edilir ve reaktiften havaya metanol buharlaşması olmaz. Boyamadan önce iyi bir kan fiksasyonu sağlamak için, boyama işlemine metanol ön fiksasyonu için ayrı bir adım entegre edilmiştir.

Boyama protokolünün esnekliği nedeniyle, kemik iliği boyaması için özel bir protokol kullanılabilir.

Hematolojik çalışmalar için kemik iliği yaymaları hazırlama yöntemi.

Kemik İliği Muayenesi - Miyelogram Kemik iliği muayenesinin cevaplaması gereken ilk soru hücrelerin nicel yönüdür. Periferik kanla ilgili olarak, serbest halde oldukları ve vasküler kanın süspansiyonunda nispeten düzgün bir şekilde dağıldığı için farklı hücre türlerinin sayısı ve yüzdesi için bir dizi sayısal değerin belirlenebileceği iyi bilinmektedir. Kemik iliği hakkında tamamen farklı bir şey söylenebilir: hematopoietik dokunun bileşimi çok heterojendir ve kemik iliği hücrelerinin dağılımı aynı değildir. Bu nedenle, odacıktaki miyelokaryositlerin doğrudan sayısı, hem normal durumda hem de aynı hastalık çerçevesinde çok geniş bir aralıkta dalgalanır. Bireylerde bulduğumuz değerler normalde mm3 (Ursya) başına 27.000 ila 112.000 nükleer element arasında değişiyordu. Literatür verileri, mm3 başına 12.000 ve 300.000 sınırlarıyla daha da geniş çapta dalgalanmaktadır (Cartwright, Sayfa). Santrifüjden sonra hematokrit tüpünde aşağıdaki 4 katman bulunur: 1) üst yağlı sarı katman; 2) plazma; 3) nükleer hücrelerden oluşan gri-beyazımsı bir tabaka; 4) eritrositlerden oluşan kırmızı bir tabaka. Gri-beyazımsı nükleer hücre tabakasının (myelocrit) ölçümü, normal bireylerde bulunan değerler de önemli dalgalanmalar gösterdiğinden, sınırlı değerde veya hatta yanıltıcıdır. Ayrıca nükleer hücreler sadece bu tabakada değil yağ ve eritrosit tabakalarında da bulunur. Ancak, süpernatant plazmanın çıkarılmasından sonra gri-beyazımsı tabakadan kemik iliği konsantresi yaymaları hazırlanabilir. Doğrudan yaymaların hücrelerde zayıf olduğu durumlarda tanı sürecinde yararlı oldukları kanıtlanmıştır. Miyelokaryosit oda sayımlarının ve miyelokrit belirlemelerinin, sınırlı tekrarlanabilirlik ile yalnızca yaklaşık sonuçlar olduğu göz önüne alındığında, bu kantitasyon yöntemleri tatmin edici değildir. Aspirasyon deliği sırasında çıkarılan materyal, çeşitli oranlarda kanla karıştırılmış bir kemik iliği örneğidir. Kemik iliğinin kanla seyreltme derecesi bir dizi faktöre bağlıdır. 32P etiketlemesi, aspire edilen kemik iliğinin kanla seyreltilmesinin %40 ila %100 arasında olduğunu kanıtlamıştır. Bununla birlikte, bir tanı koymak için kemik iliği çalışmasının, öncelikle hücresel içeriğin niteliksel bir çalışmasına ve yalnızca ikincil olarak bu içeriğin nicel değerlerine dayandığı belirtilmelidir. Bu nedenle, kemik iliği hücrelerinin belirlenmesine yönelik kantitatif yöntemler, normal numunelerle karşılaştırıldığında, kemik iliğinin hücresel bileşiminin aşağıdakiler üzerinde yarı kantitatif bir değerlendirmesinden oluşur: a) ezilmiş topaklar ile bulaşmalar; b) histolojik kesitler. Yayma çalışması esas olarak kuru bir mercekle, birkaç yayma üzerinde aşağıdaki amaçlarla gerçekleştirilir: a) kemik iliği hücre kütlesinin yarı nicel değerlendirmesi; b) megakaryositlerin varlığının ve yoğunluğunun belirlenmesi; c) dev hücrelerin veya anormal hücre yuvalarının tespiti; d) Daldırma yoluyla araştırma için en uygun alanların belirlenmesi. Kemik iliği parçacıklarının ezilmesiyle elde edilen yaymalarda, aşağıdaki üç eşmerkezli bölge ayırt edilir: a) merkezi; b) dış; c) ara. Merkezi bölge, yağ vakuolleri, stromal hücreler, granülositler ve çok sayıda tahrip olmuş hücreden oluşur. Dış bölge, kemik iliği hücrelerini seyrelten büyük miktarda kan içerir. İnce yaymalar gibi, yalnızca miyeloid hücrelerin ve eritrositlerin morfolojik ayrıntılarının araştırılmasına katkıda bulunur. En yoğun hücre kütlesi, ana hatlarıyla belirtilen tüm soruları netleştirebilecek optimal bir çalışmaya izin veren ara bölgede bulunur. Burada kemik iliği hücreleri iyi korunur ve tıpkı kemik iliğinde görüldüğü gibi adacıklar veya yuvalar halinde düzenlenir. Kemik iliği topografisini korurken, bu bölgenin çalışmasının sonuçları daha homojendir ve histolojik görüntüleri ile karşılaştırılarak doğrulanan kemik iliğinin gerçek durumuna karşılık gelir. Hücre yoğunluğunun yarı niceliksel tespiti şu şekilde ifade edilir: a) normal, b) zengin veya c) normal kemik iliğine kıyasla zayıf. Normal veya bol hücre kütlesinin belirlenmesi değerli bir bulgudur, ancak yetersiz kemik iliği dikkatle değerlendirilmelidir. Gerçek hipoplazinin varlığını kanıtlamak için birkaç plak incelenmeli, birkaç kemik bölgesinde ponksiyon ve/veya kemik biyopsisi yapılmalıdır. Kemik iliği hücre kitlesi hakkında en doğru bilgi histolojik kesitler incelenerek elde edilir. Bir yetişkinde, yağ ve aktif hücre parankiminin kapladığı alanın oranı normalde 1:1 veya 2:1'dir. Bazı yazarlar, hematopoietik hücreler kemik iliği topaklarının dörtte birinden daha azını işgal ettiğinde kemik iliğinin hiposelüler olduğunu düşünürler. Tanı koymak için kalitatif bir kemik iliği muayenesi gereklidir. Daldırma yoluyla, hem ince lekelerde hem de özellikle ara bölgeden ezilmiş topaklara sahip lekelerde gerçekleştirilir. Açıkça tanımlanmış ve morfolojik olarak iyi korunmuş hücrelere sahip en doğru şekilde gerilmiş ve boyanmış yaymaların seçilmesi önerilir. Bu çalışma şunları özetlemektedir: a) farklı miyeloid hücre türlerinin tanımlanması; b) her hücre sırasının olgunlaşma derecesinin belirlenmesi; c) granülositler ve eritroblastlar (G/E) arasındaki ilişkinin netleştirilmesi, d) mitoz fazındaki hücrelerin tanımlanması; e) karşılaşılan atipik hücrelerin tanımı. Birkaç yaymayı inceledikten sonra, ya ayrıntılı bir tanımlayıcı "miyelogram" (yaymaların deşifre edilmesinden sonra yapılan sonuçları içeren) ya da en az 300-500 öğe tarafından oluşturulan bir yüzde miyelogram derlenir. Yüzde miyelogramı derlemenin iki yolu vardır: 1) kalan hücre sıralarını 100 granülosite atamak; 2) toplam kemik iliği hücre sayısından her hücre tipinin yüzde gösterimi. İstatistiksel bir bakış açısından, ikinci yöntem daha doğru görünüyor ve görünüşe göre kemik iliğinin hücresel bileşiminin gerçek resmini yansıtıyor. Bireysel yazarlar tarafından oluşturulan formüller, kemik iliği gibi heterojen bir dokuda gerçek ortalama değerleri belirlemek zor olduğu için önemli ölçüde farklılık gösterir. Tablo, Wintrobe'a göre, 12 normal bireyden seçilmiş kemik iliği örneklerinin çalışmasının sonuçlarını göstermektedir. Normal miyelogram

Miyelogram parametreleri Ortalama değer (%) Dalgalanma aralığı (%)

Retiküler hücreler 0,9 0,1-1,6 Farklılaşmamış patlamalar 0,6 0,1-1,1 Miyeloblastlar 1,0 0,2-1,7

Promiyelositler 2.5 1.0-4.1

Miyelositler nötrofiller 9,6 7,0-12,2 Metamiyelositler nötrofiller 11,5 8,0-15,0 Bıçak nötrofilleri 18,2 12,8-23.7 Parçalı nötrofiller 18,6 13,1-24,1 Toplam nötrofil hücreleri 60,8 52,7-68,9 Eozinofilik miyelositler 0.1 0.0-0.2 Eozinofilik metamiyelositler 0.2 0.1-0.4 Eozinofiller 2.8 0.4-5.2

Eozinofilik serinin toplam hücreleri 3.2 0.5-5.8 Bazofilik miyelositler 0.1 0-0.3

Bazofiller 0.1 0-0.3

Bazofilik serinin toplam hücreleri 0.2 0-0.5 Lenfoblastlar 0.1 0-0.2

Prolenfositler 0.1 0-0.2

Lenfositler 8,8 4,3-13,3

Toplam lenfoid hücreler 9,0 4,3-13,7 Monoblastlar 0.1 0-0.2

Monositler 1.9 0.7-3.1

Plazmablastlar 0.1 0-0.2

Proplazmositler 0.1 0.1-0.2

Plazma hücreleri 0.9 0.1-1.8

Eritroblastlar 0.6 0.2-1.1

Bazofilik normoblastlar 3,6 1,4-5,8 Polikromatofilik normoblastlar 12,9 8,9-16,9 Oksifilik normoblastlar 3,2 0,8-5,6

Toplam eritroid hücre sayısı 20.5 14.5-26.5 Megakaryositler 0,4 0,2-0,6

Sağlıklı insanlar üzerinde yaptığımız araştırmalara göre sonuçlar şöyle:

bir dizi granülosit% 56-70,

eritroblastik seri %23-30, lenfoplazmasitik seri %5-10, monosito-makrofaj seri %1-2 ve megakaryosit seri %0.1-0.8 (Ursya). Normal miyeloid sıralarının oranındaki bir değişiklik veya bunların anormal hücrelerle yer değiştirmesi genellikle hastalığın tipini gösterir. Retiküler hücreler daha az sıklıkla ve dahası az sayıda ortaya çıkar. Tamamen tesadüfen, yaymalar (veya kemik iliği izlenimleri), neoplastik hücrelerle karıştırılmaması gereken osteoblastları ve/veya osteoklastları gösterir. Varlıkları çocuklarda daha sık, daha az sıklıkla erişkinlerde primer miyelofibrozlu veya sekonder olarak karsinomatöz metastazdan sonra, akut lösemi, osteoporoz, vb. ile not edilir. G/E oranı, granülositlerin eritroblast sayısına bölünmesiyle elde edilir. Normal bir yetişkinde, bu oran ortalama 3/1 veya 4/1 olup, sınırlar 2/1 (sadece olgunlaşmamış granülositler dahil edildiğinde) ve 5/1 (tüm granülositlerle ilgili olduğunda - olgun ve olgunlaşmamış) olarak tahmin edilmektedir. H/E oranı yaşla birlikte dalgalanır: doğumda küçüktür (1.8/1), 2 haftalıkken 11/1'e yükselir, sonra yavaş yavaş azalır ve bir yaşındaki çocuklarda değerlere ulaşır. bir yetişkinin. H/E oranı, global kemik iliği hipo veya hiperplazisi durumlarında ve ayrıca bu oranın hesaplanmasına dahil edilmeyen tek tek hücrelerin proliferasyonunda, örneğin plazmasitomda normaldir. Lösemi, lökoma benzeri reaksiyonlar ve eritroblastopenide oran yüksek, eritroblastik hiperplazili anemide ise düşük veya ters (megaloblastik, hemolitik anemi). Smear çalışmasından sonra elde edilen miyelogram verilerinin yayınlanmasından önce, aşağıdakileri netleştirmek gerekir: a) delinme bölgesi; b) kemik yoğunluğu; c) emmenin gerçekleştiği koşullar; d) seçilen malzemenin makroskopik yönü. Kemik iliği incelemesi, çok sayıda ve çeşitli verilerin entegrasyonuna dayanan karmaşık bir süreçtir. Bunun sonucu, dahası dalgalanan bireysel rakamların mekanik kaydından çok çıkarsama dayalı genel sonuçları yansıtmalıdır. Herhangi bir miyelogramın sonucu, kemik iliği çalışmasından kaynaklanan ek çalışmalar için tanı veya endikasyonları netleştirmelidir. Kan hastalıklarında, aspirasyon ponksiyonu, vakaların% 80'inde smear ve topaklarla kesitler yardımıyla tanıyı netleştirmeye yardımcı olur. Diğer durumlarda, kemik biyopsisi ve kemik iliğinin histolojik incelemesi belirtilir. Biyooptik seçim ve histolojik inceleme aşağıdakiler için gerekli görünmektedir: a) birincil veya ikincil miyelofibroz; b) kemik iliği aplazisi veya hipoplazisi; c) granülomatöz tip lezyonlarla ortaya çıkan hastalıklar (örn. , Godgkin hastalığı, sarkoidoz, tüberküloz vb.); d) karsinomatöz metastaz; e) Delme yoluyla seçilen materyalin yetersiz olduğu veya kemik iliğinin görünüşünün inandırıcı olmadığı tüm durumlarda. Biyooptik örneklemeden sonra, histolojik kesitler, kalabalık, dağınık olmayan ve standardize olmayan hematopoietik hücrelerin yapısal detayları hakkında çok az bilgi sağladığından, sitolojik inceleme için izlenimler hazırlanır. Ek olarak, fiksasyon hücre retraksiyonuna neden olur ve histolojik boyama sitolojik boyamadan daha az seçicidir. Bu nedenle, kemik iliğinin tam bir incelemesi, çalışmanın bölümlerinde hem sitolojik - smear veya izlenimler üzerinde hem de histolojik - içerir. Sitolojik ve histolojik kemik iliği inceleme yöntemlerinin dışlanmadığı, aksine tamamlayıcı olduğu unutulmamalıdır: biyopsi nicel ve mimari bir yöntemdir, miyelogram ise kalitatif ve sitolojik bir yöntemdir.

Goryaev odasındaki kan hücrelerini sayma yöntemi.

Goryaev'in odası - belirli bir sıvı hacmindeki hücre sayısını saymak için tasarlanmış bir cihaz. Genellikle bir kan örneğindeki şekillendirilmiş elementlerin sayısını belirlemek için kullanılır. Bölmeler, üzerlerine uygulanan enine yarıklara sahip kalın bir cam sürgüden oluşur ve enine düzenlenmiş üç düz alan oluşturur. Orta platform, her biri üzerinde bir ızgara bulunan uzunlamasına bir yarık ile ikiye bölünmüştür. Goryaev odasındaki orta platformun her iki tarafında, ortadakinden 0,1 mm daha yüksek (Fuchs-Rosenthal odasında 0,2 mm) daha yüksek iki tane daha var. Bu bölgelerin düzlemleri, Newton halkaları olarak adlandırılan halkalar görünene kadar lameli öğütmeye hizmet eder. Kapak camının taşlanmasından sonra, iki tarafı kapatılan bir hazne oluşturulur ve diğer iki tarafta haznenin doldurulduğu boşluklar (kılcal boşluklar) bulunur. Izgara prensibi aynıdır. Çeşitli şekillerde gruplandırılmış bir veya daha fazla sayıda kareye bölünürler. Tüm ızgaralarda sabit bir değer, kenarı 1/20 mm olan "küçük kare" olarak adlandırılır, bu nedenle alanı 1/400 mm2'dir. Goryaev kamerasını kullanarak mikroskobun büyütmesini belirlemek de mümkündür. Dışa doğru, oluklara ve mikroskobik bir ızgaraya sahip şeffaf bir paralel yüzlüdür (cam slayt). Izgara hücresinin küçük bölümlerinin boyutları 0,05 mm ve büyük bölümlerin boyutları 0,2 mm'dir. Bu durumda ızgara, iki bitişik platformdan 0,1 mm daha alçakta bulunan bir platforma (cam bölümü) uygulanır. Bu alanlar lamelleri alıştırmak için kullanılır. Sonuç olarak, Goryaev ızgarasının büyük bölümlerinin oluşturduğu karenin üzerindeki sıvı hacmi 0,004 mikrolitredir. Büyük bir kare üzerindeki hücre sayısını sayarak, aşağıdaki formülü kullanarak süspansiyondaki belirli bir hücre türünün yoğunluğunu hesaplayabilirsiniz: Hücre sayısı/ml = büyük karenin üzerindeki hücre sayısı * 2.5 10^5 Goryaev kamerasını bir tür standart olarak kullanarak, mikroskobun büyütmesini aşağıdaki formülle belirleyebilirsiniz: Kg=(m2-m1)/(a*N) nerede kilogram mikroskobun büyütmesidir; m 1 - Goryaev odasının hücresinin sol sınırının konumu; m 2 - bir hücrenin veya hücre grubunun sağ sınırının konumu; N- ölçülen sınırlar arasındaki hücre sayısı; a- Goryaev odasının hücre boyutu (0,05 mm'ye eşittir). Goryaev odası, kültürdeki hücre sayısını saymak için de kullanılır. Goryaev odasındaki kan hücrelerini saymak için formül: x = (a 400 c) / b, burada x, 1 mm3 cinsinden istenen şekilli eleman sayısıdır; a - odanın belirli bir hacminde sayılan şekilli elemanların toplamı; b - sayılan küçük karelerin sayısı; c - kan seyreltme.

Goryaev odasındaki ookistleri sayma yöntemi. Bu yöntem genellikle deneysel olarak hayvanlara kesin olarak belirlenmiş miktarda ookist bulaştırılırken kullanılır (hayvana uygun miktarda mililitre süspansiyon enjekte edilir). Ookist içeren 1 ml süspansiyon Goryaev odasına yerleştirilir. Goryaev odasının hacmi 0,9 m3 olduğundan, sayılan ookist sayısı 1111 ile çarpılır. Ortaya çıkan sayı 1 cm3 solüsyondaki ookist sayısına yeterlidir. Daha doğru bir tespit için, hesaplamalar en az üç kez yapılmalı ve ardından aritmetik ortalama çıkarılmalıdır. Enfeksiyon için gereken ookist sayısı, dereceli bir pipet kullanılarak ölçülür. İnkübasyon ortamında ookistlerin daha düzgün dağılımı için test tüpünün içeriği tekrar tekrar çalkalanmalıdır.

Goryaev odasındaki eritrosit sayısı Prensip. Tam kan miktarı, belirli bir miktarda sıvı içinde eşit olarak karıştırılır ve kan süspansiyonunun tek bir tabaka halinde dağıtıldığı bilinen bir hacme sahip bir hazneye yerleştirilir. Bölmenin alt kısmı grafikle gösterilmiştir, bu da eritrositleri doğru bir şekilde saymayı mümkün kılar. Reaktifler: %0.9 sodyum klorür çözeltisi. Özel ekipman: mikroskop, Goryaev'in kamerası, laboratuvar test tüpleri veya Saly'nin hemometresinden bir kılcal. Tanım ilerleme. Kuru, temiz bir test tüpüne 8 ml %0.9 sodyum klorür solüsyonu ve 0.02 ml kan ekleyin. Pipetin ucu önceden silinir, kan tüpün dibine üflenir ve pipet sıvının üst tabakası ile iyice yıkanır. Tüpün içeriğini iyice karıştırın. 1:400'lük bir kan seyreltisi elde edilir, yani kan 400 kez seyreltilir. Kanın kalınlaşması ile 500, 600, 700, 800 kez seyreltilmesi tavsiye edilir. Hazne ve lamel yıkanmalı ve silinerek kurutulmalıdır. Lamel, yanardöner halkaların ortaya çıkması için hazneye sürtülür. Test tüpünden bir damla seyreltilmiş kan alın ve hazneyi onunla doldurun, lamel kenarına uygulayın Eritrositler, hazne düşük büyütmeli bir mikroskop altında (x8 objektif, x10 veya x15 oküler) ile doldurulduktan 1 dakika sonra sayılır. kapalı bir diyafram veya alçaltılmış bir kondansatör (karanlık bir görüş alanında) . Eritrositler, çapraz olarak düzenlenmiş beş büyük (veya 80 küçük) karede sayılır. Küçük karenin içinde, sol ve üst duvarlarında yatan eritrositler dikkate alınır. Karenin sağ ve alt satırlarında bulunan hücreler sayılmaz. Hesaplama: 80 küçük karede hesaplanan hücre sayısı 1:400 kan sulandırmasında 20.000, 1:500 sulandırmada 25.000 veya 1:600 ​​sulandırmada 30.000 ile çarpılır ve nihai sonuç elde edilir. 1 ul başına milyonlarda. Bu durumda, küçük bir karenin hacminin 1/4000 µl olduğu varsayılır. 1 litredeki hücreleri saymak için 1 µl içindeki kırmızı kan hücrelerinin sayısı da 1.000.000 ile çarpılır. Not. Kanın pıhtılarla çalışmasına izin verilmez; odayı doldurduktan hemen sonra hücre sayımı (1 dakika beklemeden); kötü yıkanmış ve kurutulmuş pipetlerin ve test tüplerinin kullanımı, hemolize neden olan düşük kaliteli reaktifler. Tüm hesaplama kurallarına tabi olarak, hata ortalama ± %2,5 olacaktır.

Dezenfeksiyon kuralları Kullandıktan sonra Goryaev kamerası dezenfekte edilmelidir. %3 çözüm hidrojen peroksit, damıtılmış su ile durulayın ve yumuşak bir bezle kurulayın. Kamerayı kuru bir yerde saklayın.

Hematolojik analizörler üzerinde çalışma yöntemi.

Analizör-hematolojik- nicel araştırma için tasarlanmış bir cihaz (bir takım ekipman) hücreler kan klinik tanı laboratuvarlarında. Otomatik veya yarı otomatik olabilir. Yarı otomatik bir hematolojik analiz cihazı, bir kan örneğini seyreltme işleminin ayrı bir cihaz - bir seyreltici tarafından gerçekleştirilmesi bakımından otomatik olandan farklıdır. Tam kan dilüsyonunu hazırladıktan sonra, operatör seyreltilmiş numuneyi ölçüm modülüne aktarmalıdır. Şu anda, yarı otomatik analizörler pratik olarak üretilmemektedir.

Otomatik Hematoloji Analizörü, tüm analitik sürecin otomatik olarak yürütüldüğü tam otomatik bir cihazdır.

Modern otomatik analizörler, spesifikasyona göre doğruluk ve tekrarlanabilirlik ile saatte düzinelerce numuneyi (60'dan 120'ye kadar) işleyebilir ve ayrıca test sonuçlarını dahili bellekte saklayabilir ve gerekirse bunları yerleşik belleğe yazdırabilir. termal yazıcı veya harici bir yazıcı.

Modern hematolojik analizörler, belirlenen kan hücrelerinin göstergelerinin isimlendirmesine göre sınıflandırılır.

Sekiz parametreli hematoloji analizörleri aşağıdaki parametreleri belirleyin: konsantrasyon eritrositler(RBC) lökositler(WBC) trombositler(bkz.) hemoglobin(Hb) ve ayrıca aşağıdaki eritrosit parametreleri: ortalama eritrosit hacmi (MCV), ortalama eritrosit hemoglobin içeriği (MCH), ortalama eritrosit hemoglobin konsantrasyonu (MCHC), hematokrit(Hct).

Sekiz parametreli hematolojik analizörler şu anda pratik olarak üretilmemektedir.

Hematoloji analizörleri sınıf 3-diff. Üretilen modele bağlı olarak sınıf 3-dif hematolojik analizörleri, 16 ila 22 kan hücresi göstergesini belirlemenize izin verir. Bu sınıfın analizörleri, sekiz parametreli analizörleri belirleyen parametrelere ek olarak, lökositlerin üç alt popülasyonunu belirler: lenfositlerin konsantrasyonu (Lm), granülositler (Gr) ve ortalama lökositler (Orta) olarak adlandırılanlar. yüzdeleri Lm%, Gr% ve Orta%. Bu nedenle 3-diff sınıfının adı. Ek olarak, bu sınıfın hematolojik analizörleri, eritrosit hacminin (RDW) varyasyon katsayısını ve trombositleri karakterize eden bir dizi göstergeyi belirler: ortalama trombosit hacmi (MPV), trombosit hacminin oranı (Tct) (hematokrite benzer), trombosit hacminin varyasyon katsayısı (PDW).

Bu sınıfın hematolojik analizörleri tarafından elde edilebilecek önemli tanı bilgileri, eritrosit, lökosit ve trombosit - histogram hacmine göre dağılım fonksiyonlarıdır.

Hematolojik analizörler sınıf 5-dif. 5-diff hematoloji analizörleri ile 3-dif analizörleri arasındaki temel fark, lökositlerin 5 alt popülasyonunun tümünü saptama yetenekleridir: lenfositler (Lym), monositler (Mon), nötrofiller (Neu), bazofiller (Bas) ve eozinofiller (Eos), % Lym%, Mon%, Neu%, Bas% ve Eos% içeriklerinin yanı sıra. Empedans sayma yöntemi olarak da bilinen Coulter sayacı 3 dif analizörlerde kullanılan , nötrofiller, bazofiller ve eozinofiller arasında ayrım yapamaz, bu nedenle 5-dif analizörlerde farklı bir hücre farklılaşması yöntemi kullanılır. Prensibi üzerine kuruludur kırınım lökosit hücreleri üzerinde lazer radyasyonu ve saçılan radyasyonun daha fazla analizi. "Ortalama" lökositler, empedans yöntemiyle ayırt edilecek kadar boyut olarak farklı değildir, ancak farklı bir iç yapıya sahiptirler ve boyalarla farklı şekilde etkileşime girerler. Ve bir kırınım modelini tespit etme yönteminin, hücrelerin iç yapısına duyarlı olduğu ortaya çıkıyor. Böylece eritrositler ve trombositler bir Coulter sayacı ile ve lökositler ayrı bir lazer ünitesi tarafından sayılır.

İş 8. Kan serumunda proteinin kantitatif tayini

4. Kompleks proteinlerin bileşimi ve özellikleri

Çalışma 9. Hemproteinlerin kimyasal yapısı

Çalışma 10. Glikoproteinlerin karbonhidrat bileşeninin tanımlanması

Çalışma 11. Fosfoproteinlere kalitatif reaksiyonlar

Çalışma 12. Hess yöntemiyle kan serumundaki sialik asit içeriğinin kantitatif tespiti

Çalışma 13. Nükleoproteinlerin kimyasal yapısı

Nükleik asitler

1. Nükleik asitlerin kimyasal doğasının incelenmesi

Çalışma 14. Nükleik asit bileşenlerine kalitatif reaksiyonlar

Nükleik asitlerin belirlenmesi için kantitatif yöntemler

Çalışma 15. A.S.'ye göre nükleik asitlerin kantitatif tayini için spektrofotometrik yöntem Spirin

Çalışma 16. Nükleik asitlerin kantitatif tayini için fotokolorimetrik yöntemler

Çalışma 17. Fosfolipidlerin Çalışması

İş 18. Steroidlere kalitatif reaksiyonlar

enzimler

Enzimlerin ve biyolojik olmayan katalizörlerin karşılaştırmalı etkisi

Çalışma 19. Tükürük ve hidroklorik asidin a-amilazının nişasta hidrolizinin reaksiyonu üzerindeki etkisinin karşılaştırılması

2. Farklı sınıflara ait enzimlerin tanımlanması

Çalışma 20. Biyolojik materyalde oksidoredüktazların tespiti

Çalışma 21. Kolinesteraz tespiti

Herzfeld ve Stumpf'ın ekspres yöntemiyle kan serumunda

Çalışma 22. Kan serumunda fruktoz-1,6-bifosfat aldolaz aktivitesinin V.I. Tovarnitsky ve E.N. Voluyskaya yöntemine göre belirlenmesi

Kalibrasyon grafiğinin oluşturulması

Çalışma 23. Glikoz fosfat izomerazının belirlenmesi

Kan serumunda

3. Enzimlerin kinetik özelliklerini incelemek

Çalışma 24. Tükürük α-amilaz örneğinde enzimatik reaksiyonların kinetiği

4. Enzim etkisinin özgüllüğü

Çalışma 25. Mutlak substrat özgüllüğünün gösterilmesi

5. Enzim aktivite değiştiricileri

27. Çalışma. Tükürük α-amilazının aktivatörleri ve inhibitörleri

kas dokusu

Çalışma 29. Kan katalazının rekabetçi olmayan inhibisyonu

6. Enzim aktivitesinin miktar tayini

Çalışma 30. Kornberg'e göre ilaç laktat dehidrojenaz aktivitesinin kantitatif çalışması

Çalışma 31. Sevel ve Tovarek'e göre kan serumunda laktat dehidrojenazın aktivitesini incelemek için fotokolorimetrik yöntem

Çalışma 32. Bodansky'ye göre kan serumunda alkalin fosfataz aktivitesinin belirlenmesi

7. İzoenzimlerin incelenmesi

Çalışma 33. Dietz ve Lubrano'ya göre poliakrilamid jelde elektroforez ile kan serumunun laktat dehidrojenaz izoenzimlerinin ayrılması

Çalışma 34. Kan serumunda γ-glutamiltransferaz aktivitesinin belirlenmesi

Sindirim biyokimyası

Çalışma 35. Mide suyunun asidik bileşenlerinin incelenmesi

Çalışma 36. "Acidotest" teşhis kiti ile mide suyunun asitliğinin belirlenmesi

Çalışma 37. Sindirim sistemi enzimleri tarafından protein hidrolizi

Çalışma 38. Pankreatik lipazın etkisi altında triaçilgliserollerin hidroliz dinamiklerinin incelenmesi

Enerji değişimi (biyoenerji)

1. Hayvan dokularında biyolojik oksidasyon süreçlerinin incelenmesi Çalışma 39. Kas dokusunda sitokrom oksidaz tespiti

Çalışma 40. Oksidatif fosforilasyon sürecinin ve bunun üzerindeki bağlayıcıların etkisinin gösterilmesi

Çalışma 41. Kas dokusunda glikoliz tespiti

Çalışma 42. İyon değişimli ince tabaka kromatografisi ile adenin nükleotitlerinin analizi

Çalışma 43. Ennor ve Rosenberg'e göre kan serumunda kreatin fosfokinaz aktivitesinin belirlenmesi

Fotosentetik organizmaların pigmentlerinin ve oksidatif süreçlerinin analizi

Çalışma 44. Bitki pigmentlerine kalitatif reaksiyonlar

Çalışma 45. A.N.'nin yöntemine göre bitki materyalinde peroksidaz aktivitesinin belirlenmesi Boyarkin

Karbonhidrat metabolizması

Çalışma 46. Kandaki glikoz tayini

Çalışma 47. Glikoz oksidaz yöntemi ile kandaki glikozun kantitatif tayini

Çalışma 48. Barker ve Summerson'a göre kandaki laktik asit içeriğinin belirlenmesi

Çalışma 49. Friedemann ve Haugen'e göre kandaki piruvik asit içeriğinin belirlenmesi

Lipid metabolizması

50 iş

iş 51

Çalışma 52. İlk yöntemine göre kan serumunda kolesterol tayini

Çalışma 53. Kan serumundaki toplam fosfolipid içeriğinin belirlenmesi

Çalışma 54. İnce tabaka kromatografisi ile kan serum lipidlerinin ayrılması

Proteinlerin ve amino asitlerin metabolizması

Çalışma 55. Türbidimetrik yöntemle kan serumunun protein fraksiyonlarının içeriğinin belirlenmesi

Çalışma 56. A.A.'ya göre kan serumunda katepsinlerin aktivitesinin belirlenmesi Pokrovsky, A.I. Archakov ve O.N.

katepsinler

Çalışma 57. Reitman ve Frenkel'e göre kan serumunda aspartat ve alanin aminotransferaz aktivitesinin belirlenmesi

Çalışma 58. Tabor ve Mehler'e göre kan serumunda histidaz aktivitesinin belirlenmesi, V.A.

Çalışma 59. Neumann ve Logan'a göre idrardaki serbest hidroksiprolin içeriğinin belirlenmesi, s.

Azot içeren protein olmayan maddelerin metabolizması

1. Azot metabolizmasının ortak ürünlerinin incelenmesi

Çalışma 60. Kandaki artık azotun fotokolorimetrik yöntemle kantitatif tayini

Çalışma 61. Kan serumu ve idrarda ürenin kantitatif tayini

Çalışma 62. Brown yöntemiyle kreatin ve kreatinin kantitatif tayini

2. Nükleik asitlerin ve nükleotitlerin değişiminin incelenmesi

Çalışma 63. A.A.'ya göre kan serumunda asit deoksiribonükleazın (dnCase) aktivitesinin belirlenmesi.

Çalışma 64. Muller ve Seifert yöntemine göre kan serumunda ürik asit içeriğinin belirlenmesi

3. Porfirin (pigment) metabolizmasının incelenmesi

Çalışma 65. Yendrashik, Cleghorn ve Grof'a göre kan serumunda bilirubin ve fraksiyonlarının belirlenmesi

moleküler patoloji

1. Amino asit metabolizması patolojisinin teşhisini ifade edin Çalışma 66. Hiperaminoasidüri tespiti

Çalışma 67. Fenilketonüri teşhisi için yöntemleri ifade edin

Çalışma 68. Tirozinoz teşhisi tirozin için Millon testi

Çalışma 69. Homogentisik asit testi ile alkaptonüri tespiti

70 iş

2. Karbonhidrat metabolizması patolojilerinin teşhisini ifade edin Çalışma 71. Bial testi ile pentozüri tespiti

Çalışma 72. Selivanov'un testi ile fruktozüri tespiti

Çalışma 73. Mukopolisakkaritler için toluidin mavisi ile bir test ile mukopolisakkaridozların tespiti

Çalışma 74. İdrarda porfobilinojen içeriğinin belirlenmesi

Çalışma 75. İdrarda delta-aminolevulinik asit içeriğinin nicel olarak belirlenmesi

iş 76

Metabolik düzenleyiciler

1. Vitamin Çalışması 77. Vitaminlere kalitatif reaksiyonlar

Çalışma 78. Multivitamin preparatlarında florimetrik yöntemle tiamin ve riboflavin içeriğinin belirlenmesi

Çalışma 79. Tıbbi bitkilerde askorbik asidin kantitatif tayini

2. Hormonlar, aracılar ve metabolitleri ile ilgili çalışmalar

Çalışma 80. Protein-peptid hormonlarına kalitatif reaksiyonlar.

Çalışma 81. Hormonlara kalitatif reaksiyonlar - amino asitlerin türevleri

Çalışma 82. Steroid hormonlarına ve metabolitlerine kalitatif reaksiyonlar

Çalışma 83. Hayvanların kanında insülin ve adrenalin glikoz seviyelerinin düzenlenmesi

Çalışma 84. N.V. Klimkina ve S.I. Plitman'a göre diazotize n-nitroanilin ile kandaki histaminin kantitatif tayini

Biyolojik sıvıların incelenmesi

1. Biyokimyasal kan testleri Çalışma 85. Işık emilimi ile kandaki hemoglobin içeriğinin belirlenmesi

Çalışma 86. İnsan eritrositlerinde fetal hemoglobin içeriğinin belirlenmesi

Çalışma 87. Eritrositlerde glikozillenmiş hemoglobin içeriğinin fotokolorimetrik yöntemle belirlenmesi

Çalışma 88. Kan serumundaki haptoglobin konsantrasyonunun fotokolorimetrik yöntemle belirlenmesi

iş 89

Çalışma 90. ​​Amiloklastik yöntemle kan serumunda α-amilaz aktivitesinin belirlenmesi

Çalışma 91. Müreksit yöntemi ile kan serumundaki kalsiyum içeriğinin belirlenmesi

Çalışma 92. Huergo ve Popper'a göre timol testi

Çalışma 93. Süblime-tortul reaksiyon

Çalışma 94. Kan serumunda demir içeriğinin kantitatif tayini

2. İdrarın biyokimyasal çalışması

Çalışma 95. İdrarın fiziko-kimyasal özelliklerinin incelenmesi

Çalışma 96. İdrarda keton cisimleri ve glukoz tayini

Çalışma 97. Brandenberg-Roberts-Stolnikov yöntemi ile idrarda protein tayini

Çalışma 98. İdrarda indikanın kalitatif tayini

Çalışma 99. İdrarda bazı pigmentlerin tespiti.

Ksenobiyotiklerin metabolizması

Ksenobiyotiklerin oksidasyon ve konjugasyon süreçlerinin incelenmesi Çalışma 100. Mikrozomların solunum aktivitesinin ortaya çıkarılması

Çalışma 101. Karaciğer mikrozomlarında oksidatif n-demetilasyon çalışması

Çalışma 102. Kato ve Gilet'e göre karaciğer mikrozomlarının hidroksilaz aktivitesinin belirlenmesi

iş 103

Çalışma 104. Shkursky ve ark.'na göre kan serumunda alkol dehidrojenaz aktivitesinin belirlenmesi.

iş 105

Çalışma 106. Vücutta izonikotinik asit hidrazidin (gink) asetilasyonunun (inaktivasyonunun) tespiti

Biyolojik zarların lipid peroksidasyonunun incelenmesi

Çalışma 107. Eritrositlerin peroksit hemolize duyarlılığının belirlenmesi

Çalışma 108. Biyomembranlarda lipid peroksidasyon hızının belirlenmesi

Başvuru

2. Kan plazmasının biyokimyasal göstergeleri

1. Genel klinik normlar

2. İdrarın özel muayenesi

Mide suyu

2. Fosfat tamponu (0,1 m, pH 5,8-8,0)

3. Tris tamponu (0,1 m, pH 7.1-9.2)

4. Asetat tamponu (0,2 m, pH 3,6-5,8)

5. Glisin tamponu (0,05 m, pH 8,6-10,6)

3. Bazı reaktiflerin hazırlanması

İçindekiler

2. Fosfat tamponu (0,1 m, pH 5,8-8,0)

Na2HP04 0,2 M, ml	Na2H2P04 0.2 M, ml

3. Tris tamponu (0,1 m, pH 7.1-9.2)

24.2 g tris-(hidroksimetil)aminometan 1 litrelik bir ölçülü balonda (500 ml H20 içinde) çözülür. İstenilen pH değerini elde etmek için tabloda belirtilen 1 M HCl hacmi eklenir ve hacim distile su ile 1000 ml'ye ayarlanır.

4. Asetat tamponu (0,2 m, pH 3,6-5,8)

Sodyum asetat 0,2 M, ml	Asetik asit 0,2 M, ml		Sodyum asetat 0,2 M, ml	Asetik asit 0,2 M, ml

5. Glisin tamponu (0,05 m, pH 8,6-10,6)

Belirtilen hacimlerde glisin ve sodyum hidroksit karıştırılır ve hacim distile su ile 200 ml'ye ayarlanır.

	glisin 0.2 M, ml	NaOH 0,2 M, ml		glisin 0.2 M, ml	NaOH 0,2 M, ml

3. Bazı reaktiflerin hazırlanması

Etkinleştirme çözümü. 155 mg indirgenmiş glutatyon ve 400 mg kristal albümin, 100 ml'lik bir ölçülü balona yerleştirilir, 50 ml damıtılmış su içinde çözülür ve 1 M NaOH çözeltisi kullanılarak pH 8.2'ye ayarlanır. Ardından işarete kadar su ekleyin.

Gümüş nitratın amonyak çözeltisi. Çökelti eriyene kadar %2-3 gümüş çözeltisine konsantre bir amonyak çözeltisi eklenir.

Asetat tamponu pH 3.6. 463 ml A solüsyonu ve 37 ml B solüsyonu karıştırılarak hazırlanır, ölçülü balonda 1 litreye kadar su ile işarete kadar seyreltilir. Çözüm A: 11.55 ml buzlu asetik asidi 1 litrelik ölçülü balonda su ile seyreltin. Çözüm B: 27.2 g sodyum asetatı 1 litrelik bir şişede suda eritin.

Biuret reaktifi (Benedict'in reaktifi). 173 g sodyum sitrat ve 100 g sodyum karbonat, bir su banyosunda 300 ml damıtılmış suda çözülür. Ayrı olarak, 17.3 g bakır sülfat, 300 ml su içinde çözülür. Her iki çözelti boşaltılır ve toplam hacim 1 litreye getirilir.

tampon çözelti. 2,76 g Veronal ve 2,06 g Medinal 1 litre distile suda çözülür. Buzdolabında saklayın, çökelti oluşursa çözelti kullanıma uygun değildir.

kömürün askıya alınması. 0.25 g aktif kömür, 100 ml'lik bir ölçülü balona yerleştirilir ve pH 3.6 olan asetat tamponu ile seyreltilir. Kullanmadan önce çalkalayınız.

Reaktifi Azaltma. %0.016 bakır sülfat çözeltisi ile hazırlanan %1 askorbik asit çözeltisi.

Hemoglobin, asetat tamponu içinde %4 solüsyon (pH 4.0). İlk olarak, 8 mol/l üre solüsyonunda %8'lik bir hemoglobin solüsyonu hazırlanır, 60°C'de bir termostatta 2 saat tutulur ve kullanımdan önce 2 kez asetat tamponu ile seyreltilir.

glisil-glisin. 0,55 mmol/l, pH 8.3. 3.63 g glisil-glisin 50 ml'lik bir ölçülü balona konur ve işarete kadar su (tampon çözelti) ile doldurulur.

Denatüre çözelti

Bilirubin tayini için Diazo reaktifi. İki çözüm hazırlayın. Birinci çözelti: 3 g sülfanilik asit 500 ml distile suda çözülür, 15 ml konsantre hidroklorik asit (sıcak banyoda) eklenir, hacim su ile 1 litreye ayarlanır. İkinci solüsyon: %0.5 sulu sodyum nitrit solüsyonu. Kullanmadan önce 5 ml birinci solüsyon ile 0.25 ml ikinci solüsyonu karıştırın.

Diasetil, çalışma solüsyonu. 1 ml diasetil, 100 ml'lik bir ölçülü balonda damıtılmış su ile seyreltilir (çözelti buzdolabında saklanır). Diasetil'in çalışma çözeltisi, kullanımdan önce 1 ml diasetil stok çözeltisine 24 ml damıtılmış su eklenerek hazırlanır.

difenilamin reaktifi. 1 g difenilamin, 100 ml buzlu asetik asit içinde çözülür. Çözeltiye 2.75 ml konsantre sülfürik asit eklenir.

Kalibrasyon çözümü. Bazik - 0.75 mmol/l ALA (100 µg/ml) baz cinsinden: 0.00635 g ALA hidroklorür, 50 ml'lik bir ölçülü balonda pH 3.6 olan asetat tamponu içinde çözülür. Buzdolabında bir aydan fazla saklamayın. Ana çözeltiden 1 μg / ml çalışan bir kalibrasyon çözeltisi hazırlanır. Kullanmadan önce stok solüsyonu asetat tamponu ile 100 kez seyrelterek hazırlayın.

Kalibrasyon çözümü. 22.5 mg dihidroksiaseton ısıtılarak 25 ml su içinde çözülür. Bu çözeltinin 1 ml'si 10 µmol dihidroksiaseton içerir. Bir dizi test tüpüne (çalışmaya bakınız) bir dihidroksiaseton kalibrasyon çözeltisi dökülür, gerekli hacme kadar doldurulur ve daha sonra reaksiyon, enzimin aktivitesinin belirlenmesinde olduğu gibi gerçekleştirilir.

Kalibrasyon (standart) demir çözeltisi (30 µmol/l).

Önce Mora tuzları hazırlanır.

kafein reaktifi. 1 gr saf kafein, 7.5 gr sodyum benzoat, 12.5 gr sodyum asetat 90 ml distile suda eritilir, 50-60°C'ye ısıtılır, karıştırılır, soğutulur ve distile su ile 100 ml'ye tamamlanır.

Nitrik asitte amonyum molibdat. 7.5 g amonyum molibdat 100 ml su içinde çözülür ve 100 ml %32 nitrik asit eklenir.

Alkaptonüri için idrar. Patolojik olmaması durumunda, normal idrara 20 g/l oranında hidrokinon eklenir.

Hiperaminoasidüri ile idrar. Patolojik glisin yokluğunda normal idrara 1.0 g/l oranında eklenir.

Mukopolisakkaridozlu idrar. Patolojik yokluğunda, normal idrara 0,05-0,1 g / l oranında konsürid veya heparin eklenir.

Pentozüri ile idrar. Patolojik yokluğunda idrara 1.0 g/l oranında ksilüloz veya riboz eklenir.

Tirozinozlu idrar. Patolojik yokluğunda, normal idrara 0.4-0.5 g / l oranında tirozin eklenir.

Fruktozüri ile idrar. Patolojik yokluğunda normal idrara 0.3-0.4 g / l oranında fruktoz eklenir.

Sistinüri için idrar. Patolojik sistin yokluğunda normal idrara 0,4-0,5 g / l oranında eklenir.

Sodyum asetat 3-sulu, doymuş çözelti. 375 g sodyum asetat 3-sulu (veya 226 g susuz tuz) 250 ml ılık suda çözülür, oda sıcaklığına soğutulur. Oda sıcaklığında saklayın. Çözelti renksiz ve şeffaf olmalıdır.

Sodyum fosfat ikamesiz 0.25 mol/l. 9.7 g Na 2 HPO 4 ∙12H 2 O veya 18 g Na 2 HPO 4 ∙12H 2 O'yu 200 ml'lik bir şişede suda çözerek hazırlayın. 1 ml trikloroasetik asit solüsyonuna bu solüsyondan 2 ml eklenirken pH 5.0-6.0 aralığında olmalıdır.

Kreatinin temel kalibrasyon solüsyonu, 10 mmol/l. 113.1 mg kreatinin, 0.1 mol/l hidroklorik asit çözeltisi ile 100 ml'ye ayarlanır. Kalibrasyon grafiği oluşturulurken, stok çözelti su ile 100 kez seyreltilerek stok çözeltiden bir çalışma çözeltisi hazırlanır, 1 ml çözelti 0.1 mmol kreatinin içerir. Buna dayanarak, karşılık gelen kreatin konsantrasyonlarına sahip bir dizi test tüpü elde edilir.

Tiamin tayini için oksitleyici karışım. 8 ml %1 potasyum hekzasiyanoferrata (III) 20 ml %30 NaOH çözeltisi eklenir, iyice karıştırılır. Kullanmadan önce hazırlayın.

Orsin Reaktifi. 1 g orcin'e 500 ml %30 hidroklorik asit (yoğunluk 1.15 g / cm3) ekleyin. Çözünene kadar karıştırın ve 4-5 ml %10 demir klorür çözeltisi (III) FeCl3 ekleyin. Reaktif, sıkıca kapatılmış koyu renkli bir şişede saklanır.

p-nitroanilin temel kalibrasyon çözümü. 0.0829 g p-nitroanilin 100 ml'lik ölçülü balona konur, su ile işarete kadar tamamlanır ve çözülür.

çökeltme çözeltisi. 561 g amonyum sülfatı 1 litre distile suda eritin ve 24 saat sonra süzün.

Bazik fosfat tampon solüsyonu ve çalışma solüsyonları No. 1-4. 33,5 g NaOH, 400 ml su içinde 500 ml kapasiteli bir ölçülü balon içinde çözülür ve 226,8 g KH2P04 ilave edilir, tamamen eriyene kadar çalkalanır, soğutulur ve işarete kadar su ilave edilir. Bazik fosfat tamponunun çalışma solüsyonlarını hazırlamak için, aşağıdaki hacimlerde bazik fosfat tamponu (ml olarak), 100 ml kapasiteli ölçülü balonlarda ölçülür: No. 1 - 92.51; 2 - 74.91; 3 - 59.18 ve No. 4 - 48.68, bundan sonra içerikleri su ile işarete getirilir.

Pikrik asit, doymuş çözelti. Emtia pikrik asit %15-20 nem içerir, asidi kurutmayın. Patlayıcı! 2 g pikrik asidi, sıcak bir banyoda ısıtarak 100 ml suda eritin. Daha sonra çözelti ara sıra karıştırılarak 24 saat bekletilir. Çözelti daha sonra süzülür. Çözelti stabildir ve koyu renkli bir cam kapta saklanır.

Pirofosfat tamponu 0.05 M pH 8.2. 4.46 g sodyum pirofosfatı 200 ml'lik ölçülü balona aktarın, yaklaşık 100 ml su içinde çözün, 0.1 M HC1 solüsyonu ile pH'ı 8.2'ye ayarlayın ve işarete kadar damıtılmış su ekleyin.

Pirofosfat tamponu 0.1 M pH 8.5. 4.46 g sodyum pirofosfat 100 ml kapasiteli bir ölçülü balona aktarılır, 50 ml su içinde çözülür, 0.1 M HCl solüsyonu ile pH 8.5'e ayarlanır ve işarete kadar distile su eklenir.

Çalışma reaktifi. Belirleme gününde 30 kısım 0,3 N sodyum hidroksit karıştırarak hazırlayın. 2 kısım %0.5 fenolftalein solüsyonu ve 1 kısım %0.12 bakır sülfat solüsyonu.

Aseton siyanohidrin çözeltisi. 1 ampul aseton siyanohidrini (kandaki hemoglobin tayini kitinden 0,5 ml - 0,47 g) 1 litre saf suda eritin.

Ferriaseton siyanohidrin çözeltisi. 200 mg potasyum ferrisiyanür ve 1 ampul (0,5 ml - 0,47 g) aseton siyanohidrini 1 litre damıtılmış suda eritin: kan hemoglobinini belirlemek için bir dönüştürme çözeltisi hazırlamak için bir dizi reaktiften kullanmak mümkündür. Oda sıcaklığında koyu renkli bir cam kapta saklandığında birkaç ay stabildir.

gluoksidaz çözeltisi. Yaklaşık 300 birim içerir. 1 mg'da. Uygun miktarda kuru müstahzarı 10 ml suda çözerek hazırlayın.

Bir sülfonatlı bato-fenantrolin çözeltisi. Bir deney tüpünde 0,5 ml klorosülfonik asit, 100 mg batofenantroline ilave edilir, kaynar su banyosunda 30 sn ısıtılır, soğutulur ve 10 ml bidistile su yavaş yavaş ilave edilir, tekrar bir su banyosunda 5 dakika ısıtılır. Karışım 200 ml'lik bir şişeye aktarılır, 100 ml su eklenir, çözeltinin pH'ı 4-5 N NaOH'ye ayarlanır ve 200 ml hacme su eklenir.

Potasyum iyodür içinde iyot çözeltisi (Lugol çözeltisi). 100 ml distile suda 20 gr potasyum iyodür ve 10 gr iyot çözülür. Kullanımdan önce çözelti 5 kez seyreltilir.

p-nitrosodimetilanilin (NDMA) çözeltisi. Ticari olarak temin edilebilen bir NDMA preparasyonu, etil eterden yeniden kristalleştirilir. Alkol dehidrojenazı ölçmek için 1 mg NDMA, 100 ml 0.1 M pirofosfat tamponu (pH 8.5) içinde çözülür. Elde edilen çözelti bir kağıt filtreden süzülür ve süzüntü aynı tamponla 2 kez seyreltilir. İki ay boyunca 4°C'de saklayın.

Ilka'nın reaktifi. 5 kısım (hacimce) asetik anhidrite 1 kısım buzlu asetik asit ekleyin, ardından yavaş yavaş 1 kısım konsantre sülfürik asit dökün. Reaktifi soğukta saklayın!

Millon reaktifi. (Baskı altında hazır! ) 40 g cıva, önce soğukta 57 ml konsantre nitrik asit içinde çözülür ve daha sonra bir su banyosunda ısıtılır. Elde edilen çözelti 2 hacim su ile seyreltilir, çökelmeye bırakılır ve tortudan süzülür. Koyu cam bir şişede saklayın.

Amonyum molibdat reaktifi. 2.5 g amonyum molibdat 60 ml damıtılmış su içinde çözülür, süzülür. Çözelti 100 ml'lik bir şişeye eklenir. Başka bir şişede, 25 ml distile suya 7.5 ml konsantre sülfürik asit ilave edilir. İkinci çözelti birinciye eklenir, soğutulur ve işarete kadar damıtılmış su ile seyreltilir. Çözüm bir ay için uygundur.

Reaktif "NADI". %1'lik bir dimetil-p-fenilendiamin çözeltisi, alkol içinde eşit hacimde %1'lik bir a-naftol çözeltisi ve %1.5'lik bir sodyum karbonat çözeltisi ile karıştırılır. Çözeltinin rengi koyu kahverengidir ve pembe bir tonu olmamalıdır. Dersten 1 saat önce hazırlanır.

Reaktif Nasha. 15,4 g amonyum asetat, 0,3 g buzlu asetik asit ve 0,2 g asetilaseton 100 ml kapasiteli bir şişeye eklenir, damıtılmış suda çözülür ve hacim işarete ayarlanır.

Nessler reaktifi. 500 ml kapasiteli bir ölçülü balonda 150 gr potasyum iyodür, 110 gr iyot, 100 ml distile su ve yaklaşık 140-150 gr metalik cıva karıştırılır ve 15 dakika kuvvetlice çalkalanır. Bu durumda, çözelti kendiliğinden ısınır ve çözünmüş iyot nedeniyle renk yavaş yavaş soluklaşır. Karışım daha sonra belirgin bir kırmızı renk elde edilene kadar akan su altında soğutulur, ardından içerikler kırmızı renk yeşilimsi olana kadar çalkalanır. Dekantasyondan sonra cıva çökeltisi su ile iyice yıkanır. Çözeltiyi ve yıkamaları birleştirin, suyla 2 litreye kadar seyreltin. Elde edilen çözeltiden 75 ml'yi, 75 ml su ve 350 ml %10 sodyum hidroksit çözeltisi içeren 0,5 l'lik bir ölçülü balona alın ve işarete kadar suyla seyreltin.

Fehling reaktifi. Ayrı ayrı iki çözelti hazırlanır. Çözüm 1: 200 g Rochelle tuzunu ve 150 g NaOH'yi 1 L'lik bir ölçülü balonda çözün ve işarete kadar suyla seyreltin. Çözüm 2: 1 l kapasiteli bir balonda, 40 g bakır (II) sülfatı suda çözün ve işarete kadar suyla seyreltin. Kullanmadan önce bu çözeltilerin eşit hacimlerini karıştırın.

Folin reaktifi. 1 litrelik bir şişede, 1 g sodyum tungstat ve 20 g fosfomolibdik asidi 750 ml su içinde eritin. Şişeyi bir geri akış kondansatörü ile bir tıpa ile kapatın ve buzdolabında su akışını açarak içerikler 10 saat kaynatılır; daha sonra soğutulur, bir ölçülü balona dökülür ve reaktifin sulu hacmi 1 litreye ayarlanır.

Erlich'in reaktifi. 0.7 g p-dimetilaminobenzaldehit 150 ml konsantre hidroklorik asit içinde çözülür, 100 ml suya eklenir ve karıştırılır. Çözelti renksiz veya hafif sarı olmalıdır. Koyu cam bir kapta saklayın. Reaktif stabildir.

Erlich'in reaktifi. 1 g p-dimetilaminobenzaldehit, 50 ml'lik ölçülü balon içinde 35 ml buzlu asetik asit içinde çözülür, 8 ml %57 perklorik asit eklenir ve buzlu asetik asit ile işarete kadar tamamlanır. Bir haftaya kadar buzdolabında koyu renkli bir cam kapta saklayın.

Timol alkol çözeltisi (%10). 10 g saflaştırılmış timol, 100 ml 96˚ etil alkol içinde çözülür. Saflaştırılmış timolün elde edilmesi aşağıdaki gibi gerçekleştirilir. 100 g timol, 100 ml 96˚ etil alkol içinde çözülür, süzülür. Süzüntüye 1 litre soğuk damıtılmış su ekleyin, kuvvetlice çalkalayın ve 20 dakika bekletin. Filtre süzülür ve filtre üzerinde kalan kristaller iki kez soğuk distile su ile yıkanır. Önce filtre kağıdı üzerinde, ardından desikatörde susuz kalsiyum klorür üzerinde sabit ağırlığa kadar 2-3 gün kurutun.

Standart çözüm. Standart bir çözeltinin hazırlanması, iki çözelti karıştırılarak gerçekleştirilir: 1) 0.0962 n baryum klorür çözeltisi: 1.175 g kristalli BaCl2 ∙2H20, bir ölçülü balon içinde 100 ml su içinde çözülür. 2) 0.2 N sülfürik asit çözeltisi. Daha sonra, bir baryum sülfat süspansiyonu elde edilir: 100 ml'lik bir ölçülü balona 3 ml 0.0962 N baryum klorür çözeltisi dökülür ve hacim + 10 ° C sıcaklıkta bir sülfürik asit çözeltisi ile 0.2 N'ye ayarlanır. (bu sıcaklıkta, çökeltilmiş baryum sülfatın parçacık boyutları nispeten kararlı bir sonuç verir).

Substrat tampon çözeltisi: bir test tüpüne 10 ml su dökün ve 0.028 g L-glutamil-p-nitroanilin ve 0.082 g sodyum klorür ekleyin ve karıştırmayı bırakmadan test tüpünün içeriğini 60 saniye kaynar su banyosunda çözün. . Solüsyon daha sonra 37°C'ye soğutulur ve 2.5 ml tampon solüsyonu eklenir. Hazırlanan substrat çözeltisi, çalışma sırasında 37°C'de bir su banyosunda saklanır. Kullanılmayan substrat solüsyonu buzdolabında bir haftaya kadar saklanabilir. Substrat az çözünür ve oda sıcaklığında çöker. Bu nedenle, kullanımdan önce kristalize substrat kaynar su banyosunda ısıtılarak çözülür. Substratın ısıtılması ve çözülmesi iki defadan fazla tekrarlanamaz.

ALT tayini için substrat solüsyonu (çözüm No. 1). 29.2 mg a-ketoglutarik asit ve 1.78 g alanin (0.89 g a-alanin) numuneleri bir analitik terazide tartılır ve çökelti tamamen çözülene kadar (pH 7.4) 1 M sodyum hidroksit çözeltisi içinde çözülür. Çözelti 100 ml'lik bir şişeye döküldü ve hacim 0.1 M fosfat tamponu (pH 7.4) ile işarete ayarlandı. 1 damla kloroform ekleyin. Çözelti buzdolabında donmuş olarak saklanır.

AsAT'nin belirlenmesi için substrat çözümü (çözüm No. 2). 29.2 mg a-ketoglutarik asit ve 2.66 g a-aspartik asit (1.33 g a-aspartik asit) numuneleri bir analitik terazide tartılır. Daha sonra çözelti, 1 No'lu çözelti ile aynı şekilde hazırlanır.

Glikoz fosfat izomeraz tayini için substrat solüsyonu. Medinal asetat tampon solüsyonu pH 7.4 hazırlanır (9.714 g sodyum asetat ve 14.714 g medinal su içinde çözülür ve hacim 500 ml'ye ayarlanır). 8.33 ml 0.03 M glukoz-6-fosfat disodyum tuzu çözeltisini 25 ml medial asetat tamponu ile karıştırın; karışıma 25 ml 0.1 M hidroklorik asit solüsyonu ekleyin ve su ile 100 ml'ye seyreltin. Serin tut.

Laktat dehidrojenaz tayini için substrat solüsyonu. 1 ml 1 M sodyum laktat solüsyonu, 9 M NaCl solüsyonu, 0.05 M Cl2 , 10 g/L NAD solüsyonunu karıştırın. İçeriğine 2,5 ml 0,5 M fosfat tampon çözeltisi (pH 7,4) ve 1 g/l nitrotetrazolyum mavisi çözeltisi eklenir. Kullanımdan önce, karışıma 1 g / l konsantrasyonda 0.25 ml fenanzin metasülfat çözeltisi eklenir.

Fruktoz bifosfat aldolaz tayini için substrat solüsyonu. 270 mg fruktoz bifosfatın baryum tuzu 3.5 ml 1 M hidroklorik asit içinde çözülür. 1 ml %14 sodyum sülfat solüsyonu eklenir ve oluşan çökelti santrifüj edilerek uzaklaştırılır. Süpernatana 1 damla sodyum sülfat ekleyin. Bulanıklığın görünümü, baryum iyonlarının yeterince tamamlanmamış bir birikimini gösterir. Bu durumda daha fazla sodyum sülfat eklenir ve tekrar santrifüjlenir. Santrifüj, %3'lük bir sodyum hidroksit çözeltisi ile pH 7.4-7.6'ya ayarlanır, 25 ml'lik bir şişeye aktarılır ve hacim işarete ayarlanır. Elde edilen solüsyon 25 ml 0.56 M hidrazin klorür solüsyonu, 25 ml 0.002 M monoiyodoasetik asit solüsyonu, 100 ml %0.5 sodyum karbonat solüsyonu ve 25 ml distile su ile karıştırılır. Buzdolabında saklanır.

Timol-veronal tampon. 100 ml'lik bir ölçülü balonda, 80 ml tampon solüsyonu ve 1 ml %10'luk alkol timol solüsyonunu karıştırın, çalkalayın ve tampon solüsyonunu işarete kadar ekleyin. pH değeri 7,55 olmalıdır.

o-Toluidin reaktifi. 0.15 g tiyoüre, 94 ml buzlu asetik asit içinde çözülür ve 6 ml damıtılmış O-toluidin ile karıştırılır. Karanlık bir şişede saklanır.

Su ile doymuş fenol. 100 g damıtılmış fenole 35 ml su eklenir ve karıştırılır, fenolün çözünmesini hızlandırmak için karışım hafifçe ısıtılır.

Fenolftalen, çalışma solüsyonu. 75 mg maddeyi 15 ml 0.1 N sodyum hidroksit çözeltisinde çözerek hazırlayın, çözelti renksiz veya hafif pembemsi olmalıdır, renkli çözeltiler çalışmaya uygun değildir. Reaktifin direncini arttırmak için, ağır metallerin tuzlarını bağlayarak fenolftaleinin atmosferik oksijen tarafından otooksidasyonunu önleyen 3 mg trilon eklenir.

Fibrin. Sığır kan fibrini, beyaz bir pıhtı elde edilene kadar birkaç gün boyunca akan suda kan pigmentlerinden yıkanır. Su sıkılır ve gliserinle doldurulmuş fibrin sıkıca kapalı bir kavanozda saklanır. Kullanımdan önce fibrin gliserinden yıkanır.

Fosfor-vanilin reaktifi. 4 kısım (hacimce) konsantre fosforik asit, 1 kısım %0.6 sulu vanilin çözeltisi ile karıştırılır. Reaktif, oda sıcaklığında koyu renkli bir cam kapta saklanır.

Fruktoz 1,6-bifosfat, sodyum tuzu. 2.0 ml %10'luk fruktoz-1,6-bifosfat sodyum tuzu çözeltisi 25 ml'lik bir şişede işarete kadar suyla seyreltilir. Buzdolabında saklandığında stabildir.

Üre için renk reaktifi. Diasetil monooksim ve tiyosemikarbazid içeren üre tayini için kitten alınan tablet, 50 ml'lik bir şişede ısıtılarak çözülür. Çözelti üç hafta boyunca stabildir. Kullanmadan önce eşit hacimlerde hazırlanan çözelti ile %9,6'lık sülfürik asit çözeltisini karıştırın.

β-gliserofosfatın alkali çözeltisi. 100 ml kapasiteli bir ölçülü balona 1 g sodyum β-gliserofosfat ve 0,85 g medine eklenir, yaklaşık 30 ml distile su eklenir, çözülür ve hacmi su ile işarete getirin. 100 ml kapasiteli başka bir ölçülü balona 50 ml hazırlanmış β-gliserofosfat çözeltisi, 2,8 ml 0,1 M sodyum hidroksit çözeltisi eklenir ve saf su ile işarete getirilir (çözelti pH 8,6). Sıvının üzerine yaklaşık 3 ml toluen koyun. Çözeltiyi buzdolabında en fazla 10 gün saklayın.

Kan alma, "ince yayma" ve "kalın damla" hazırlama

bakteri hareketi. Kamçının yapısı, kalınlığı, uzunluğu, kimyasal bileşimi. Sabit müstahzarların hazırlanması ve mikroorganizmaların canlı hücrelerinin müstahzarları.

Tampon çözeltileri hazırlamak için kimyasal olarak saf reaktifler kullanılır. ve analitik dereceli, özel olarak hazırlanmış. Reaktifler aşağıdaki gibi hazırlanır.

Potasyum fosfat monosübstitüe edilmiş, KH2P04 , moleküler ağırlık 136.09. 100 g ilaç, 150 ml su içinde kaynama noktasına kadar ısıtıldığında çözülür. Çözelti sıcak süzülür. Sürekli karıştırma ile süzüntü 10 ºС'ye soğutulur. Ardından 150 ml etil alkol ekleyin. Filtratın sürekli karıştırılmasıyla ayrılan kristaller, bir emme hunisinde süzülür ve aynı koşullar altında yeniden kristalleştirilir; kristaller 105...110 ºС'de sabit ağırlığa kadar kurutulur. Ana madde içeriği %99,9 ... %100,0 aralığında olan bir müstahzar varlığında maddenin ön hazırlığı yapılmaz.

Disübstitüe edilmiş sodyum fosfat, Na2HP0412H20, moleküler ağırlık 358.12. İlacın hazırlanmasının iki yolu vardır.

a) 150 g ilaç 100 0 C'ye ısıtıldığında 150 ml su içinde çözülür. Çözelti sıcak olarak süzülür ve soğutulduktan sonra çöken kristaller süzülür. Yeniden kristalleşme, 100 ºС'ye ısıtılarak tekrarlanır. Yeniden kristalize edilen müstahzar, müstahzar tamamen kuruyana kadar sürekli karıştırılarak bir su banyosunda bir porselen kap içinde ısıtılır. Elde edilen tuz gün boyunca bir desikatörde erimiş kalsiyum klorür üzerinde kurutulur. Yeniden kristalize edilmiş müstahzarda (Na 2 HPO 4 ·2H 2 O), ana maddenin içeriği kontrol edilir. Bunu yapmak için, yaklaşık 0,5000 g ilaç 50 ml su içinde çözülür, 2 ... 3 ml doymuş sodyum klorür çözeltisi eklenir ve bir metil kırmızısı göstergesi varlığında 0.1 N hidroklorik asit çözeltisi ile titre edilir. . Gerekirse, numunenin boyutunda ayarlamalar yapın. 1 ml tam olarak 0.1 N hidroklorik asit, 0.0178 g Na2HP042H20'ye karşılık gelir.

b) 75 g ilaç, 60 ºС'ye ısıtılmış 250 ml su içinde çözülür. Çözelti sıcak olarak süzülür, süzüntü sürekli karıştırılarak 10 ºС'ye soğutulur. Çöken kristaller bir emme hunisinde süzülür ve aynı koşullar altında yeniden kristalleştirilir. Elde edilen tuz önce 30 ºº'yi geçmeyen sıcaklıkta 24 saat kurutulur, daha sonra 50 ºº etüvde 3-4 saat ve son olarak 120±5 ºº sabit ağırlığa kadar kurutulmaya devam edilerek tuzun tuzlanmaması sağlanır. erime. Kurutulduktan sonra tuz, Na2HP04 bileşimine sahiptir.

Reaktifleri hazırladıktan sonra, monosübstitüe potasyum fosfat ve disübstitüe sodyum fosfat stok çözeltileri hazırlanır.

9.078 g ağırlığındaki susuz potasyum fosfat monosübstitüe edilmiş KH2P04'ün bir kısmı suda çözülür ve çözeltinin hacmi 1 litreye ayarlanır. Çözeltiyi stabilize etmek için 3-4 damla toluen ekleyin.

11.876 g ağırlığındaki sodyum fosfat disübstitüe edilmiş Na2HP0412H20'nin bir kısmı suda çözülür ve çözeltinin hacmi 1 litreye ayarlanır. Çözeltiyi stabilize etmek için 3-4 damla toluen ekleyin.

İlk çözeltilerden, Tablo A.2'ye göre pH değeri 4,94 ila 9,18 olan fosfat tampon çözeltileri hazırlayın.

Tablo A.2 - pH değeri 4,94 ... 9,18 olan fosfat tampon çözeltisi

pH	Na 2 HPO 4 12H 2 O çözeltisi, ml	KH2P04 çözeltisi, ml
4,94	1,0	99,0
5,29	2,5	97,5
5,59	5,0	95,0
5,91	10,0	90,0
6,24	20,0	80,0
6,47	30,0	70,0
6,64	40,0	60,0
6,81	50,0	50,0
6,98	60,0	40,0
7,17	70,0	30,0
7,38	80,0	20,0
7,73	90,0	10,0
8,04	95,0	5,0
8,34	97,5	2,5
8,67	99,0	1,0
9,18	100,0	0,0

Eklenme tarihi: 2015-08-06 | Görüntüleme: 4058 |

Tampon çözeltilerin pH'ı Henderson-Hasselbach denklemine göre hesaplanır:

– bir asit tamponu için denklem şu şekildedir:

– ana tampon için

Denklemler, belirli bir bileşimin bir tampon çözeltisinin pH'ının, asit ve tuz veya baz ve tuz konsantrasyonlarının oranı ile belirlendiğini ve bu nedenle seyreltmeye bağlı olmadığını göstermektedir. Çözeltinin hacmi değiştiğinde, her bileşenin konsantrasyonu aynı sayıda değişir.

tampon kapasitesi

Tampon çözeltilerinin sabit bir pH'ı koruma yeteneği sınırlıdır. Şunlar. tampon çözeltisinin pH'ını önemli ölçüde değiştirmeden asit veya alkali eklemek yalnızca sınırlı miktarlarda mümkündür.

Bir tampon çözeltisinin asitler ve alkaliler eklendiğinde ortamın reaksiyonundaki kaymayı önleme yeteneğini karakterize eden değere çözeltinin tampon kapasitesi (B) denir.

Tampon kapasitesi, güçlü bir asit veya bazın mol eşdeğerlerinin sayısı ile ölçülür ve 1 litre tampon çözeltisine eklenmesi pH'ı bir değiştirir.

Matematiksel olarak, tampon kapasitesi aşağıdaki gibi tanımlanır:

Asit ile B (mol/l veya mmol/l):

,

burada n(1/z HA) asidin mol eşdeğerlerinin sayısıdır, pH 0 ve pH, asidin eklenmesinden önceki ve sonraki tampon çözeltisinin pH'ıdır, V B, tampon çözeltisinin hacmidir.

Alkali olarak (mol / l veya mmol / l):

,

burada n (1/z VOH) alkalinin mol eşdeğerlerinin sayısıdır, geri kalan gösterimler aynıdır.

Tampon kapasitesi bir dizi faktöre bağlıdır:

1. Eklenen maddelerin ve tampon çözeltinin bileşenlerinin doğasından. Çünkü bazı maddeler çözünmeyen bileşikler veya kompleksler oluşturabilir veya tampon sisteminin bileşenleri ile istenmeyen başka reaksiyonlar verebilir, o zaman tampon kapasitesi kavramı anlamını kaybeder.

2. Tampon sisteminin bileşenlerinin ilk konsantrasyonundan.

Çözeltideki asit-baz çiftinin bileşenlerinin sayısı arttıkça, bu çözeltinin tampon kapasitesi de artar.

Sistemin özelliklerini hala koruduğu tampon çözelti bileşenlerinin konsantrasyonlarının oranının sınırı. pH aralığı = pK ± 1, sistemin tampon etki bölgesi olarak adlandırılır. Bu, 1/10 ila 10/1 arasındaki tuz /C ile size oranının aralığına karşılık gelir.

B ila (kan) \u003d 0.05 mol / l; B ila (plazma) \u003d 0.03 mol / l; B ila (serum kanı) = 0.025 mol / l

Kan tampon sistemleri

Özellikle büyük önem tampon sistemleri, organizmaların asit-baz dengesinin korunmasındadır. Çoğu hücre içi sıvının pH değeri 6.8 ila 7.8 aralığındadır.

İnsan kanındaki asit - bazik denge hidrokarbonat, fosfat, protein ve hemoglobin tampon sistemleri ile sağlanır. Kan plazmasının normal pH değeri 7.40 ± 0.05'tir.

Hemoglobin tampon sistemi, kanın %35 tampon kapasitesini sağlar: . Oksihemoglobin, indirgenmiş hemoglobinden daha güçlü bir asittir. Oksihemoglobin genellikle potasyum tuzu formundadır.

Karbonat tampon sistemi : güç bakımından ilk sırada yer almaktadır. temsil edilir karbonik asit(H 2 CO 3) ve sodyum veya potasyum bikarbonat (NaHC03, KHCO 3) 1/20 oranında. Bikarbonat tampon, vücuttaki asit-baz bozukluklarını düzeltmek için yaygın olarak kullanılmaktadır.

fosfat tampon sistemi . Dihidrofosfatın özellikleri vardır zayıf asit ve kana giren alkali ürünlerle etkileşime girer. Hidrofosfat, zayıf bir alkalinin özelliklerine sahiptir ve daha güçlü asitlerle reaksiyona girer.

Protein tampon sistemi, amfoterik özelliklerinden dolayı asitleri ve alkalileri nötralize etme rolünü oynar: asidik bir ortamda plazma proteinleri bazlar gibi davranır, bazik bir ortamda asitler gibi davranırlar:

Dokularda pH'ın nispeten sabit bir seviyede tutulmasına katkıda bulunan tampon sistemleri de mevcuttur. Ana doku tamponları proteinler ve fosfatlardır. PH'ın korunması da akciğerler ve böbrekler yardımıyla gerçekleştirilir. Fazla karbondioksit akciğerlerden atılır. Asidozlu böbrekler daha fazla asit monobazik sodyum fosfat ve alkalozlu - daha fazla alkalin tuz salgılar: dibazik sodyum fosfat ve sodyum bikarbonat.

Problem çözme örnekleri

Çözüm:

Formülü kullanarak asit tampon çözeltisinin pH'ını hesaplıyoruz, ardından

Cevap: 5,76

Çözüm:

Tampon kapasitesini aşağıdaki formülü kullanarak hesaplıyoruz:

Cevap: 0.021 mol/l

Örnek 3

Tampon solüsyonu 100 ml 0.1 mol/l asetik asit ve 200 ml 0.2 mol/l sodyum asetattan oluşur. Bu çözeltiye 30 ml 0,2 mol/l sodyum hidroksit çözeltisi eklenirse pH'ı nasıl değişir?

Çözüm:

Tampon çözeltisinin pH'ını aşağıdaki formülü kullanarak hesaplıyoruz:

Tampon çözeltisine NaOH eklendiğinde tuz miktarı artar ve tampon çözeltisindeki asit miktarı azalır:

0,006 0,006 0,006

CH3COOH + NaOH \u003d CH3COONa + H20

N (NaOH) \u003d 0.03 l 0.2 mol / l \u003d 0.006 mol hesaplıyoruz, bu nedenle tampon çözeltisinde asit miktarı 0,006 mol azalır ve tuz miktarı 0,006 mol artar.

Aşağıdaki formülü kullanarak çözeltinin pH'ını hesaplıyoruz:

Dolayısıyla: pH 2 - pH 1 = 5,82 - 5,3 = 0,52

Cevap: tampon pH değişimi = 0,52.

için görevler bağımsız karar

4. pH'ı başlangıç ​​değerinden (7.36) nihai değere (7.0) değiştirmek üzere 2 ml kan titre etmek için, 1,6 ml 0,01 M HCl çözeltisi eklemek gerekiyordu. Asit tampon kapasitesini hesaplayın.

5. Hidrojen iyonlarının konsantrasyonunu 300 kat azaltmak için 300 ml asetik aside kaç mol sodyum asetat eklenmelidir (K dis (CH3 kunu) = 1.85.10 -5).

6. Biyokimyasal çalışmalarda pH = 7.4 olan bir fosfat tamponu kullanılır. Böyle bir tampon çözeltisi (pK (H2P04 -) \u003d 7.4) elde etmek için sodyum hidrojen fosfat ve sodyum dihidrojen fosfat çözeltilerinin her biri 0.1 mol / l'lik bir konsantrasyonla hangi oranda karıştırılması gerekir?

7. Aşağıdaki göstergelerle hangi CBS ihlalleri gözlenir: kan pH = 7.20, Pco 2 = 38 mm Hg. Art., BO = 30 mmol / l, SBO = -4 mmol / l. Bu KOS ihlali nasıl ortadan kaldırılır?

Test görevleri

Tween-20 Phosphate Wash Buffer for Immunohistochemistry, seyreltmeden sonra reaktif slaytlarını yıkamak ve prosedürler arasında immünohistokimya örneklerinin kısa süreli saklanması için kullanılan bir konsantredir (20x). Seyreltmeden sonra, kullanıma hazır 0,01 M çözeltinin pH'ı 7,4±0,1'dir. Bu fosfat tamponlu salinin kullanımı sadece yüksek kaliteli yıkama sağlamakla kalmaz, aynı zamanda kullanılan antikorların ve epitoplarının morfolojik özelliklerini korur, bu da immünohistokimyasal reaksiyon için gerekli spesifik bağlanmayı kolaylaştırır. Tween-20'nin PBS'ye eklenmesi, daha verimli yıkamayı destekler ve spesifik olmayan lekelenmeleri önler.

Bizim avantajlarımız:

Şu anda önde gelen yabancı laboratuvar reaktifleri üreticileriyle işbirliği yapıyoruz. Müşterilerimiz, Moskova ve Rusya'nın diğer şehirlerindeki tıbbi kuruluşlar da dahil olmak üzere hem devlet dışı hem de devlet kurumlarıdır. Düzenli müşteriler için bir indirim sistemi vardır.